Effect of chemical compound of yarrow (Achillea wilhelmsii C. Koch) essential oil on germination characteristics of barnyard grass (Echinochloa crus-galli (L.) Beauv) and common lambsquarter (Chenopodium album L.)

مقدمه

وجود این‌که علف‌های­هرز با تنها یک درصد گیاهان جهان را تشکیل می‌دهند، اما به­‌طور متوسط باعث 35 درصد خسارت اقتصادی می‌شوند
(Kambouzia & Novin, 2012). اصلی­ترین راهکار مدیریت علف­های‌هرز، کنترل شیمیایی توسط علف­کش­ها می­باشد. در طی 50 سال، گذشته تولیدات زراعی به شدت به علف­کش­ها و آفت­کش‌های مصنوعی وابسته شده­اند (Ohno et al., 2008; Musavi & Musavinik, 2013). استفاده‌ نادرست و مکرر از سموم، نه‌تنها کیفیت آب و خاک را تحت تأثیر قرار می‌دهند و باعث افزایش باقی‌مانده این ترکیبات بیش از حداکثر سطوح مجاز در زیست‌بوم‌ها می‌شوند، بلکه تهدیدی جدی برای موجودات زنده‌ غیر هدف و محیط‌ زیست به شمار می‌رود
(Guan et al., 2010; Tang et al., 2012). مصرف مداوم و بی‌رویه علف‌کش‌ها، ضمن آلودگی محیط‌زیست، مشکل مقاومت علف‌های­هرز به علف‌کش‌ها را به دنبال دارند؛ از این ‌رو، ضرورت جایگزینی روش‌ها و یا ترکیبات دیگر احساس می‌شود (Dayan et al., 2009; Jalili, 2010). نگرانی­های اکولوژیک و زیست‌محیطی که با مصرف علف­کش­های شیمیایی به‌وجود آمده است، منجر به افزایش توجه به کشاورزی ارگانیک شده است و همچنین به دلیل عدم استفاده از علف­کش­های شیمیایی در نظام­های ارگانیک، معرفی علف‌کش­های زیستی جهت کنترل علف­های­هرز می­تواند توسعه بیشتر نظام­های ارگانیک را امکان­پذیر کند  (Seyyedi et al., 2015).

تلاش دانشمندان علوم مختلف این است که از دگرآسیبی (آللوپاتی) به­عنوان ابزاری برای مدیریت علف­های‌هرز در اکوسیستم زراعی بهره برند. گیاهان دارای خاصیت آللوپاتی از طریق تولید و ترشح متابولیت­هایی که به محیط اطراف خود انتشار می­دهند، تأثیر منفی بر جوانه­زنی و رشد علف­های‌هرز دارند و از این طریق، رشد و تراکم آن­ها را محدود می­کنند (Asgarpour et al., 2015). آللوپاتی زمینه­ای را برای کشاورزی پایدار فراهم کرده است و پیش­بینی می­شود که در آینده، کنترل علف­های­هرز با استفاده از علف‌کش­ها به حداقل برسد  (Farooq et al., 2011).

متابولیت­های ثانویه گیاهی، پتانسیل آلی برای ایجاد فرمولاسیون جدید علف­کش­ها بر اساس ترکیبات طبیعی دارند و یا به عنوان یک راهنما برای شناسایی اجزای فعال برای به دست آوردن علف­کش­های طبیعی به­کار می­روند (Verdeguer et al., 2011). تعدای از محققان پیشتر بر امکان استفاده از اسانس­های استخراج شده از گیاهان معطر برای کنترل علف­های هرز تاکید کرده­اند (Campiglia et al., 2007). متابولیت­های ثانویه گیاهی به عنوان ترکیبات دگرآسیب، تنها بر یک عمل فیزیولوژیکی موثر نیستند و بر اعمال متعددی از جمله جوانه­زنی بذر، جذب مواد غذایی، تقسیم سلولی، طویل شدن سلول، نفوذپذیری غشاء، جذب یون و فعالیت آنتی­اکسیدانی اثرگذارند (Mutlu & Atici, 2009; Bais et al., 2003). فعالیت علف­کشی اسانس­ها به عنوان ترکیبات طبیعی، به دلیل ترکیبات آللوشیمیایی آن­هاست ((Mutlu et al., 2010; Mahdavikia & Saharkhiz, 2015; Sadgrove & Jones, 2015.  اثرات آللوپاتیکی اسانس­های گیاهی شامل 1، 8-سینئول و کارواکرول (Almeida Barbosa et al., 2007)، کامفور(Young & Bush, 2009)، ترپینن و لیمونن (Hegazy & Farrage, 2007)، کاریوفیلن (Wang et al., 2009) ،آلفاپینن (Mancini et al,. 2009)، بتاپینن وکامفن (Nishida et al., 2005)، کومارین (Zeng et al., 2007)، بتاکاریوفیلن (Wang et al., 2009)، وانیلین (Nasr Isfahan & Shariati, 2007) و ژرانیول (Almeida Barbosa et al., 2007) قبلاً گزارش شده است. دی­فئو و همکاران) (De Feo et al., 2002 فعالیت علف­کشی 10 ترکیب از اسانس
Ruta graveolens  را بررسی کردند و نتیجه گرفتند که عمدتاً از جوانه­زنی و طویل شدن ریشه­چه تربچه در نور و تاریکی جلوگیری می­کند. دی­مارتینو و همکاران (De Martino et al., 2010) فعالیت علف­کشی 27 مونوترپن را روی تربچه
 (Raphanus sativus) و شاهی (Lipidium sativum) نشان دادند. مزیت استفاده از اسانس­ها در کشاورزی ارگانیک و پایدار، تجزیه سریع آن­ها در محیط زیست است (Campiglia et al., 2007).

بومادران از خانواده Asteracea است که در ایران، 19 گونه (هفت گونة انحصاری) از این گیاه دارویی به‌طور خودرو یافت می‌شوند. یکی از این گونه‌ها،Achillea wilhelmsii C. Koch. ، گیاهی نسبتاً کوچک و علفی با ارتفاع 10 تا 35 سانتی‌متر با ساقة منشعب است .(Ghahreman, 1979-1992; Azadbakht et al., 2003) ترکیبات اصلی اسانس بومادران، 8،1 -سینئول، کامفور، بورﻧﺋﻮل، پینن، آرتمیسیا کتون، سانتولینا الکل، فارنزان، کاریوفیلن، کوببن، جرماکرن دی، اودسمول، آلفا - بیسابولول و اکسیدهای آن­ها، گاما- گورجونن، گاما - مورولن و کامازولن هستند (Nemeth & Bernath, 2008). شرف­زاده (Sharafzadeh, 2013) ترکیبات اصلی اسانس بومادران را استات سابینیل 4/24 درصد، سابینول 5/21 درصد، چری سانتینیل استات 2/15 درصد، لینالول 2/8 درصد و سینئول 3/3 درصد گزارش کرد. دهقان و علمی (Dehgan & Elmi, 2014) اصلی‌ترین ترکیبات اسانس گل بومادران را کارواکرول (2/29درصد)، لینالول (3/10 درصد)، بورﻧﺋﻮل (04/5 درصد)، E – نرولیدول (4/8 درصد) و 8،1 -سینئول گزارش کردند.

در سال­های اخیر، استفاده از مواد نانو ترکیب، مورد توجه  فراوان پژوهشگران رشته­های مختلف از جمله کشاورزی بوده است (Haghighi et al., 2012). حضرتی و همکاران (Hazrati et al., 2017) در بررسی نانوامولسیون اسانس گیاه مرزه (Satureja hortensis L.) بر جوانه­زنی و ویژگی­های فیزیولوژیکی دو علف­هرز سلمه­تره و تاج خروس ریشه قرمز بیان کردند که شاخص­های جوانه­زنی و رشد دانه­رست در پاسخ به غلظت­های مختلف نانو اسانس مرزه کاهش یافتند و بیشترین بازدارندگی در غلظت 800 میکرولیتر در لیتر نانوامولسیون اسانس مشاهده شد. والد و همکاران (Waleed et al., 2016) در بررسی ماکروامولسیون و نانوامولسیون اسانس Thymus capitatus و Majorana hortensis روی علف­های­هرز پیچک (Convolvulus arvensis) و ارزن وحشی (Setaria viridis) اظهار کردند که اسانس ماکرو و نانو M. hortensis اثر بازدارندگی بیشتری روی پیچک داشت و اسانس نانو اثرات علف­کشی بیشتری به صورت پس­رویشی در مرحله پنج تا هف برگی نسبت به دیگر فرمولاسیون بر پیچک در شرایط گلخانه­ای داشت. اهداف این تحقیق، تهیه اسانس نانو بومادران و بررسی ویژگی­های ذرات نانو و همچنین مقایسه اثرات اسانس نانو شده و معمولی بومادران روی مؤلفه‌های جوانه‌زنی دو علف­هرز مهم محصولات زراعی تابستانه، سوروف و سلمه تره بود.

مواد و روش­ها

مواد گیاهی

گیاهان گلدار بومادران(Achillea wilhelmsii C. Koch)  از منطقه ملارد در فاصله 22 کیلومتری شهر تهران با طــول جغرافیایی 37 درجـه و 50 دقیقـه شرقی و عرض جغرافیایی 30 درجه و 34 دقیقه شـمالی و ارتفاع1152متر از سطح دریا در تابستان جمع­آوری شدند و در هرباریوم دانشکده کشاورزی دانشگاه آزاد علوم تحقیقات مورد شناسایی قرار گرفتند و پس از حذف مواد زائد و شست­و­شو با آب در دمای اتاق و شرایط سایه به مدت 72 ساعت خشک شدشدند. نمونه­ها با آسیاب برقی پودر شدشدند و 100گرم از آن­ها به یک بالن یک لیتری منتقل شدشد. پس از اضافه نمودن 500 میلی­لیتر آب مقطر، استخراج اسانس به روش تقطیر با آب به کمک دستگاه کلونجر[1] به مدت چهار ساعت انجام شد. پس از آن به کمک سدیم سولفات خشک، آبگیری به عمل آمد و اسانس خالص به به‌دست آمده برای سایر مراحل در دمای چهار درجه سانتی­گراد نگهداری شد (Hazrati et al., 2017). برای تفکیک و شناسایی ترکیبات موجود در اسانس بومادران، از دستگاه گازکروماتوگراف[2] و گاز کروماتوگراف متصل به طیف­نگار جرمی[3]مدلSaturn 2200  ساخت کارخانه Varian کشور هلند استفاده شد. شناسایی اجزای اسانس با استفاده از بانک اطلاعات جرمی، زمان بازداری، محاسبه اندیس کواتس، مطالعه طیف­های جرمی هر یک از اجزای اسانس­ها و مقایسه آن­ها با طیف­های مرجع انجام شد (Adams, 2007).

تولید نانو ذرات

اسانس به‌دست آمده از گیاه بومادران با استفاده از روش کم­انرژی، نانوکپسولیت[4] شد. ابتدا دو درصد از اسانس و دو درصد توین 80 ، به مدت 20 دقیقه با دور rpm2400 هموژنایز[5] شدند و به تدریج 96 درصد آب مقطر با اسانس و توین 80 مخلوط شد و ماده حاصله برای 30 دقیقه در دور rpm3000 هموژنایز شد و برای پنج دقیقه درون دستگاه التراسونیک قرار گرفت. سپس نمونه در ظرفی درب بسته به دور از نور مستقیم و در دمای اتاق نگهداری شد (Hazrati et al. 2017). اندازه ذرات با استفاده از دستگاه میکروسکوپ الکترونی روبشی^[6] (SEM) مدل PROX ساخت شرکت Phenom هلند واقع در دانشکده تربیت مدرس تعیین شد. جهت اندازه­گیری پتانسیل زتا از دستگاه زتا سایزر[7] مدل ZEN3600 ساخت شرکت Malvern واقع در دانشکده داروسازی دانشگاه تهران استفاده شد. بر طبق استاندارد تعریف شده برای آن، اگر پتانسیل زتا در طیف 30+ تا 30- باشد، سوسپانسیون پایدار است. اگر همه ذرات داخل سوسپانسیون دارای بار منفی و یا مثبت باشند، ذرات تمایل به دفع یکدیگر دارند و تمایل به هم انباشتگی از خود نشان نمی­دهند. تمایل ذرات هم بار به دفع یکدیگر، رابطه مستقیمی با پتانسیل زتا دارد. به‌طورکلی، مرز پایداری و ناپایداری سوسپانسیون را می‌توان بر حسب پتانسیل زتا تعیین نمود (Schaffazick et al., 2003; Mohanraj & Chen, 2006).

بررسی اثر اسانس بر مولفه­های جوانه­زنی

به‌منظور بررسی تاثیر اسانس بومادران
(Achillea wilhelmsii C. Koch)  بر مولفه­های جوانه­زنی علف­های‌هرز تابستانه مهم سوروف(Echinochloa crus-galli (L.) Beauv)  و سلمه­تره (Chenopodium album L.)، دو آزمایش به‌صورت فاکتوریل و در قالب طرح کاملا تصادفی و با چهار تکرار در آزمایشگاه دانشگاه آزاد اسلامی واحد علوم و تحقیقات در سال 1399 انجام شد. فاکتور اول، اسانس بومادران در دو سطح معمولی و نانو شده و فاکتور دوم، غلظت اسانس در شش سطح (صفر، 100، 200، 400، 800  و 1000 میکرولیتر در لیتر) بودند. برای شکستن خواب بذر سوروف، از جداسازی پوسته (Shi et al., 1987) و برای سلمه­تره از پنج هفته تیمار سرمادهی مرطوب
 (Tang et al., 2008) استفاده شد. ابتدا بذرها در محلول دو درصد هیپوکلریت سدیم به مدت 10 دقیقه قرار گرفتند و سپس با آب مقطر به دفعات شسته شدند. بذرهای علف­های‌هرز مورد بررسی به پتری دیش­های یک بار مصرف استریل که کف آن­ها کاغذ صافی واتمن شماره یک [8] بود منتقل شدند. در داخل پتری دیش­های با قطر نه سانتی­متر، 25 عدد بذر با فواصل مناسب قرار داده شد. پس از تیمار با غلظت­های مختلف اسانس بومادران، پتری­دیش­ها به دستگاه ژرمیناتور با دمای متناوب 30 و 15 درجه سانتی­گراد (با 12 ساعت روشنایی و 12 ساعت تاریکی و رطوبت نسبی 65 درصد) انتقال داده شدند
 (Nazari et al., 2017). برای پیشگیری از تبخیر شدن اسانس، هر پتری­دیش با پارافیلم پوشیده شد. شمارش بذرهای جوانه زده پس از گذشت 24 ساعت از شروع آزمایش و هر روز انجام شد، تا زمانی‌که تعداد تجمعی بذرهای جوانه­زده به یک حد ثابت برسند. مبنای جوانه­زنی بذرها، خروج ریشه­چه از پوسته بذر به طول دو میلی­متر و دیدن آن با چشم غیر مسلح بود (Jeffrey et al., 1987). برای محاسبه درصد جوانه­زنی و سرعت جوانه­زنی از معادله­های 1 و 2 استفاده شد (Alam et al., 2014).

GP=100×( )       معادله  (1)                         

 GR=  معادله  (2)                             

که در آن‌‌ها، GP: درصد جوانه زنی، Ni: تعداد بذر جوانه­زده در روز iام، S: تعداد کل بذرهای مورد استفاده، GR: سرعت جوانه‌زنی بر حسب تعداد بذر در روز، Ni: تعداد بذر جوانه زده در هر روز و Ti: تعداد روز از شروع آزمایش تا شمارش iام بود. صفات طول ریشه‌چه و ساقه‌چه و وزن خشک دانه رست نیز مورد بررسی قرار گرفتند.

پس از بررسی نرمال بودن توزیع داده­ها با استفاده از نرم­افزار MINITAB و روش اندرسون-دارلینگ، تجزیه واریانس با استفاده از نرم افزار SAS ver. 9.1 و مقایسه بین تیمار­ها با آزمونLSD حفاظت شده در سطح احتمال پنج درصد انجام شد.

نتایج و بحث

ترکیبات تشکیل دهنده اسانس

نتایج حاصل از ایتحقیق منجربه شناسایی 49 ترکیب در اسانس گیاه شد که 37 ترکیب عمده آن در جدول 1 آورده شده است. از بین این ترکیبات، کامفور[9] (1/21 درصد)، 8،1-سینئول[10] (3/19درصد)، میرتنول[11] (4/8 درصد)، کارواکرول[12] (3/8 درصد) و بورنئول[13] (1/6 درصد) ترکیبات عمده موجود در اسانس بومادران را تشکیل می‌دادند. شهرکی و راونده (Shahraki & Ravandeh, 2012) نیز در بررسی اسانس گل بومادران از استان خوزستان 61 ترکیب شناسایی کردند که ترکیبات اصلی آن شامل کامفور (99/27 درصد)، سابینیل استات[14] (56/6 درصد)، ترپینن-4- ال[15] (43/6 درصد)، کامفن[16] (43/6 درصد) و آلفا-پینن[17] (47/5 درصد) بودند. در پژوهشی که اشرفی­پور و همکاران (Afshari Pour et al., 1996) در کرمان انجام دادند، نه ترکیب کاریوفیلین اکسید[18] (5/12 درصد)، کامفور (9 درصد)، بورﻧﺋﻮل (1/6 درصد)، لینالول[19] (5/5 درصد)، 1، 8- ﺳﻳﻨﺋﻮﻝ (6/3 درصد)، کرنیلانتیلین استات [20] (7/2 درصد) و کارواکرول (2 درصد) ترکیبات اصلی اسانس بودند. محمدی (2012 Mohammadi,) در اسانس قسمت‌های هوایی این گیاه، 58 ترکیب (67/96 درصد) شناسایی کرد. ترکیبات اصلی اسانس شامل گراندیزول[21] (09/13 درصد)، نکرودل (57/10 درصد)، 1، 8-سینئول (47/8 درصد)، توجون[22] (24/8 درصد)، متیل-1-وینیل-2- ایزوپروپیل سیکلوبوتان -1 (00/8 درصد)، برمواستیل کلراید[23] (04/6 درصد)، سابینن[24] (70/5 درصد)، لینالول (59/4 درصد) و آلفا-ترپینئول[25] (34/4 درصد) بود. جاویدنیا و همکاران (Javidnia et al., 2004) 57 ترکیب را در اسانس بومادران‌ استان فارس گزارش کردند که کارواکرول (1/25 درصد)، لینالول (0/11 درصد)، 1، 8-سینئول (3/10 درصد)، نرولیدول[26] (0/9 درصد) و بورنئول (4/6 درصد) ترکیبات اصلی بودند. نژادهابیلواش و همکاران (Nejadhabibvash et al., 2017) در اسانس این گیاه، کامفور و کامفن، 1، 8-سینئول، بورنئول، 6 دی متیل (میرتانول) آلفا- لینالول، اسیمنول[27]، کامفور، بورنئول و میرتانول شناسایی کردند. این تفاوت­ها می­تواند به دلیل تفاوت در منشاء جغرافیای گیاهان مورد بررسی باشد.

بررسی نانو ذرات

تصاویر به­دست آمده از میکروسکوپ الکترونی روبشی نشان داد که ذرات، نسبتاً کروی و اندازه آن­ها بین یک تا 100  نانومتر بود (شکل 1). پتانسیل زتا اسانس نانو شده، 8/13- میلی­ولت بود که نشان­دهنده پایداری ذرات بود (شکل 2) .

سوروف

خلاصه نتایج مربوط به تجزیه واریانس عوامل مورد بررسی بر خصوصیات جوانه­زنی سوروف در جدول 2 آمده است. اثرات نوع و غلظت اسانس و اثر متقابل آن­ها بر تمام صفات مورد بررسی به غیر از سرعت جوانه­زنی معنی­دار بود و تنها اثر ساده غلظت اسانس در سطح یک درصد بر سرعت جوانه­زنی معنی­دار شد (جدول 1). مقایسه میانگین اثر متقابل نوع اسانس در غلظت اسانس بر صفات مورد بررسی سوروف در جدول 3 آمده است. هر دو نوع اسانس، مولفه­های جوانه­زنی سوروف را کاهش دادند. یافته­های اینت تحقیق در تایید مطالعات قبلی است که اثرات سمی اسانس­ها را نشان دادند (Scrivanti et al., 2003; Singh et al., 2009; Mutlu et al., 2010; Arora et al., 2015). در هر دو نوع اسانس، با افزایش غلظت، صفات مورد بررسی کاهش یافتند.

جدول1- درصد ترکیبات تشکیل دهنده اسانس بومادران

Table 1. Percentage composition of the essential oils of yarrow

Retention Indices (The retention indices were determined on CPSil5CB column)

شکل 1- تصویر میکروسکوپ الکترونی روبشی از تشکیل ذرات نانو

Figure 1. Spherical particle formation images by SEM microscope

شکل 2- پتانسیل زتای نانو ذره اسانس بومادران

Figure 2. Zeta potential of nano particle of yarrow oil

جدول 2- میانگین مربعات حاصل از تجزیه واریانس درصد و سرعت جوانه­زنی، طول ریشه­چه و ساقه­چه و وزن خشک دانه­رست سوروف

Table 2. Mean squares of variance analysis of germination percentage and rate, root and shoot lengths and seedling dry weight of barnyard grass

^*، ^{** و ns}:  به‌ترتیب معنی­دار در سطح  احتمال پنج و یک درصد و عدم تفاوت معنی­دار.

*, ** and ^ns:  Significant at 5% and 1% of probability levels and non-significant respectively

در صفت درصد جوانه­زنی، تفاوت معنی­داری بین غلظت­های 100 میکرولیتر در لیتر دو نوع اسانس وجود نداشت، اما با افزایش غلظت، این تفاوت معنی­دار شد، به­گونه­ای که در غلظت 400 میکرولیتر در لیتر، درصد جوانه­زنی سوروف تیمار شده با اسانس معمولی و نانو به‌ترتیب به  12/30 و 02/10 درصد رسید که تفاوت معنی­داری با یکدیگر داشتند. در غلظت 1000 میکرولیتر در لیتر اسانس نانو بومادران، به‌طور کامل از جوانه­زنی بذر سوروف جلوگیری شد. با افزایش غلظت هر دو نوع اسانس از صفر به 400 میکرولیتر در لیتر، طول ریشه­چه سوروف تیمار شده با اسانس معمولی و نانو از 022/17 میلی­متر به‌ترتیب به 724/6 و 568/1 میلی­متر رسید (به‌ترتیب 49/60 و  78/90 درصد کاهش). کامفور و 8،1- سینئول یکی از ترکیبات اصلی شناسایی شده در اسانس بومادران مورد مطالعه بود. در تایید نتایج این تحقیق، زانینو و زیگادلو (Zunino & Zygadlo, 2004)  در بررسی اثرات موترپن­های 8،1- سینئول، کامفور و منتول بر ذرت گزارش کردند که این سه ترکیب به‌ترتیب در غلظت های 7/21 ،2 و4/7 میلی­گرم در لیتر، باعث 80 درصد بازدارندگی رشد ریشه می­شوند. مکانیزم عمل این ترکیبات، جلوگیری از طویل شدن سلول و سنتزDNA  در مریستم انتهایی ریشه است (Nishida et al., 2005). در طول ساقه­چه نیز روند مشابهی مشاهده شد و با افزایش غلظت اسانس، درصد کاهش طول ساقه­چه سوروف افزایش یافت، اما اسانس نانو توانست با شیب بیشتری طول ساقه­چه سوروف را کاهش دهد (جدول 3). علت افزایش تأثیر نانوامولسیون عصاره گیاهان، افزایش سطح جذب به واسطه وجود ذرات با قطر نانومتر است و به این ترتیب، جذب و اثربخشی ترکیبات دگرآسیب افزایش می‌یابد (Abd El Azim & Balah, 2016). وزن خشک دانه رست سوروف با تیمار با اسانس بومادران کاهش یافت. رشد گیاه در حضور ترکیبات دگرآسیب شیمیایی با توقف تقسیم میتوز در سلول­های مریستمی ریشه­چه و ساقه­چه کاهش می­­یابد (Bertin et al., 2003). با کاربرد 400 میکرولیتر در لیتر اسانس معمولی و نانو بومادران، وزن خشک دانه­رست به‌ترتیب به 517/0 (91/68 % کاهش) و 114/0 (19/93 % کاهش) میلی­گرم رسید که البته تفاوت معنی­داری با یکدیگر داشتند (جدول 3).

جدول 3- اثرات نوع اسانس و غلظت­های مختلف آن بر صفات درصد جوانه­زنی، طول ریشه­چه و ساقه­چه و وزن خشک دانه رست سوروف

Table 3.  Effects of essential oil type and concentration on germination percentage, shoot and radicle lengths and seedling dry weight of barnyard grass

میانگین‌های دارای حروف مشترک در هر ستون، اختلاف معنی‌داری در سطح احتمال پنج درصد و بر اساس آزمون LSD حفاظت شده ندارند.

Means with the same letter in the same column are not significantly different based on LSD at 5% of probability level.

در صفت سرعت جوانه­زنی، تنها اثر غلظت اسانس معنی­دار بود و اختلاف معنی­داری بین دو نوع اسانس مشاهده نشد. جدول 4 مقایسه میانگین سرعت جوانه­زنی سوروف را تحت تاثیر غلظت­های اسانس نشان می­دهد. بر اساس این جدول، تفاوت معنی­داری بین غلظت­های مورد بررسی وجود داشت و با افزایش غلظت، سرعت جوانه­زنی کاهش یافت. در غلظت 800 میکرولیتر در لیتر، سرعت جوانه­زنی سوروف از 99/4 به 14/1 ( 15/77 %کاهش) کاهش یافت (جدول 4). این نتایج در توافق با مطالعات قبلی است که نشان دادند که  اسانس­ها و مونوترپن­ها، اثرات علف­کشی زیادی دارند (Singh et al., 2009, 2006 a,b).

جدول 4- اثر غلظت اسانس بر سرعت جوانه­زنی سوروف

Table 4. Effect of essential oil concentration on germination rate of barnyard grass

میانگین‌های دارای حروف مشترک، اختلاف معنی‌داری در سطح احتمال پنج درصد و بر اساس آزمون LSD حفاظت شده ندارند.

Means with the same letter are not significantly different based on LSD at 5% of probability level.

سلمه ­تره

جدول 5 نتایج تجزیه واریانس صفات مورد بررسی سلمه تره را نشان می­دهد. اثرات نوع اسانس و غلظت آن و اثرات متقابل آن­ها برکلیه صفات مورد بررسی سلمه­تره در سطح احتمال یک درصد معنی­دار بودند (جدول 5).

جدول 5- اثرات نوع و غلظت­های مختلف اسانس بر صفات درصد جوانه ­زنی، طول ریشه ­چه و ساقه ­چه و وزن خشک دانه رست سلمه ­تره

Table 5. Effects of essential oil type and concentration on germination percentage, shoot and radicle lengths and seedling dry weight of lambsquarter.

^*، ^{** و ns}:  به‌ترتیب معنی­دار در سطح  احتمال پنج و یک درصد و عدم تفاوت معنی­دار.

*, ** and ^ns:  Significant at 5% and 1% of probability levels and non-significant respectively.

هر دو نوع اسانس معمولی و نانو بومادران، باعث کاهش صفات مورد بررسی سلمه­تره شدند (جدول 6). مشخص شده است که تخریب تنفس میتوکندریایی و مسیر اکسیداتیو پنتوز فسفات، دلایل اصلی ترکیبات آللوشیمیایی در ممانعت از جوانه­زنی هستند (Abrahim et al., 2000; Muscolo et al., 2001). تفاوت معنی­داری در صفات مورد بررسی بین غلظت­های مختلف هر دو نوع اسانس مشاهده شد. اثر محرک یا بازدارندگی ترکیبات آللوپاتیک روی رشد گیاهان بستگی به غلظت آن‌ها دارد (Kalinova et al., 2012). نسبت به اسانس معمولی، شیب کاهش صفات مورد بررسی که توسط اسانس نانو ایجاد شد بیشتر بود. در غلظت 400 میکرولیتر در لیتر اسانس­های نانو و معمولی، سلمه­­تره به میزان 12/36 و 02/13 درصد جوانه‌زنی داشت و اسانس نانو در غلظت 800 میکرولیتر در لیتر، کاملا از جوانه­زنی سلمه­تره جلوگیری کرد (جدول 6). در تایید این نتایج، جدیدی و همکاران (Jadidi et al., 2021) بیان کردند که با نانوکپسوله عصاره چاودار، درصد بازدارندگی از جوانه­زنی و رشد دانه­رست دو علف­­هرز سس مزرعه (Cuscuta campestris Y.(dodder))  و خرفه (Portulaca oleracea L.)  افزایش یافت. تفاوت معنی­داری بین سرعت جوانه­زنی، طول ساقه­چه و ریشه­چه و وزن خشک دانه رست سلمه­تره تحت تاثیر غلظت­ 100 میکرولیتر در لیتر دو گونه اسانس وجود نداشت، اما با افزایش غلظت، این تفاوت معنی­دار شد­. در غلظت 400 میکرولیتر در لیتر، سرعت جوانه­زنی بذر سلمه­تره تحت تاثیر اسانس­های نانو و معمولی به‌ترتیب 68/2 و 94/0 بود که تفاوت معنی­داری با یکدیگر داشتند. طول ریشه­چه سلمه­تره با کاربرد اسانس بومادران کاهش یافتکه نشان‌دهنده آن است که ترکیبات دگراسیب از طریق ممانعت از عمل جیبرلین و ایندول استیک اسید طویل شدن سلول­ها را تحت تاثیر قرار می­دهند (Qasem, 1992). در غلظت 200 میکرولیتر در لیتر، طول ریشه­چه سلمه­تره تیمار شده با اسانس­های نانو و معمولی بومادران، تفاوت معنی­داری با یکدیگر داشتند. طول ساقه­چه سلمه­تره با کاربرد 400 میکرولیتر در لیتر اسانس نانو و معمولی از 185/11 میلی­متر به‌ترتیب به 913/1 و 467/5 میلی­متر ( به­ترتیب 89/82 % و 12/51 % کاهش) رسید. اسانس گونه بومادران مورد مطالعه، دارای ترکیبات زیادی بود که خاصیت اللوپاتیکی 8،1-سینئول (Almeida Barbosa et al., 2007)، کارواکرول (Almeida Barbosa et al., 2007) و کامفور  (Young & Bush, 2009) آن قبلا در گیاهان دیگر نیز گزارش شده است. روند مشابهی در وزن خشک دانه رست مشاهده شد و اسانس نانو شده توانست به میزان بیشتری وزن خشک دانه رست سلمه­تره را کاهش دهد (جدول 6). روماگنی و همکاران Romagni et al,. 2000)) در مطالعات آزمایشگاهی نشان دادند که 8،1-سینئول و آنالوگ طبیعی آن 4،1 سینئول، از رشد چندین علف ­هرز جلوگیری کردند.  

جدول 6- اثرات نوع و غلظت­های مختلف اسانس بر صفات درصد جوانه ­زنی، طول ریشه­ چه و ساقه ­چه و وزن خشک دانه رست سلمه ­تره

Table 6.  Effects of essential oil type and concentration on germination percentage, shoot and radicle lengths and seedling dry weight of lambsquarter.

^*، ^{** و ns}:  به‌ترتیب معنی­دار در سطح  احتمال پنج و یک درصد و عدم تفاوت معنی­دار.

*, ** and ^ns:  Significant at 5% and 1% of probability levels and non-significant respectively.

نتیجه­ گیری کلی

ترکیبات عمده تشکیل دهنده اسانس بومادران، کامفور (1/21 درصد)، 8،1- سینئول (3/19درصد)، میرتنول (4/8درصد)، کارواکرول (3/8 درصد) و بورنئول (1/6 درصد) بودند. پتانسیل زتای اندازه­گیری شده نشان داد که ذرات نانو، از پایداری مناسبی برخوردار بودند و هر دو نوع اسانس، کلیه صفات مورد بررسی را کاهش دادند. صفات مورد بررسی با افزایش غلظت اسانس کاهش بیشتری یافتند اما اسانس نانو، تاثیر بیشتری داشت، به­گونه­ای که در غلظت 400 میکرولیتر در لیتر، درصد جوانه­زنی سوروف تیمار شده با اسانس معمولی و نانو به‌ترتیب به  12/30 و 02/10 درصد رسید که تفاوت معنی­داری با یکدیگر داشتند، اما در غلظت 1000 میکرولیتر در لیتر اسانس نانو بومادران، به‌طور کامل از جوانه­زنی بذر سوروف جلوگیری شد. در غلظت 400 میکرولیتر در لیتر اسانس­های نانو و معمولی، سلمه­­تره به میزان 12/36 و 02/13 درصد جوانه زد و اسانس نانو در غلظت 800 میکرولیتر در لیتر کاملا از جوانه­زنی سلمه­تره جلوگیری کرد. اسانس نانو شده توانست به میزان بیشتری وزن خشک دانه رست سلمه­تره را کاهش دهد و سلمه­تره نسبت به سوروف، به اسانس بومادران حساس­تر بود. به­این ترتیب کاربرد نانو اسانس بومادران در غلظت­های 800 و 1000 میکرولیتر در لیتر به‌ترتیب جهت جلوگیری از جوانه­زنی بذر سلمه­تره و سوروف پیشنهاد می­شود.

منابع

Abd El Azim, W.M. and Balah, M.A. 2016. Nanoemulsions formation from essential oil of Thymus capitatus and Majorana hortensis and their use in weed control. Indian J. Weed Sci. 48: 421-427.

Abrahim, D., Braguini, W.L., Kelmer-Bracht, A.M. and Ishii-Iwamoto, E.L. 2000. Effects of four monoterpenes on germination, primary root growth, and mitochondrial respiration of maize. J. Chem. Ecol. 26: 611–624.

Adams, R.P. 2007. Identification of essential oil components by gaschromatography/mass spectrometry, 4th ed. Allured Publishing Corporation, Carol Stream, USA.

Afshari Pour, S., Asgary, S. and Lockwood, G.B. 1996. Constituents of the essential oil of Achillea wilhelmsii from Iran. Planta Medica. 62: 77-78.

Alam, A., Juraimi, A.S., Rafii, M.Y., Abdul Hamid, A. and Aslani, F. 2014. Screening of purslane (Portulaca oleracea L.) accessions for high salt tolerance. Sci. World J. 1-13.  

Almeida Barbosa, L.C., Demuner, A.J., Dumont Clemente, A., de Paula, V.F. and Faiz, M.D.I. 2007. Seasonal variation in the composition of volatile oils from Schinus terebinthifolius RADDI. Quim Nova. 30(8): 1959–1965.

Asgarpour, R., Khajeh-Hosseini, M. and Khorramdel, S. 2015. Effect of aqueous extract concentrations of saffron organs on germination characteristics and preliminary growth of three weed species. JSR. 3(1): 81-96. (In Persian with English Abstract)

Arora, K., Batish, D.R., Singh, H.P. and Kohli, R.K. 2015. Allelopathic potential of the essential oil of wild marigold (Tagetes minuta L.) against some invasive weeds. JEAS. 3: 56–60.

Azadbakht, M., Morteza-Semnani, K. and Khansari, N. 2003. The essential oils composition of Achillea wilhelmsii C. Koch leaves and flowers. J. Med Plants. 2 (6): 55-58.

Bais, H.P., Vepachedu, R., Gilbory, S., Callaway, R.M. and Vivanco, J.M. 2003. Allelopathy and exotic plant invasion from molecules and genes to communities. Science. 301: 1377-1380.

Bertin, C., Yang, X. and Weston, L.A. 2003. The role of root exudates and allelochemicals in the rhizosphere. Plant soil. 256: 67-83.

Campiglia, E., Mancinelli, R., Cavalierim A. and Caporali, F. 2007. Use of essential oils of cinnamon, lavender and peppermint for weed control. Italian J. Agron. 2: 171–175.

Dayan, F.E., Cantrell, C.L. and Duke, S.O. 2009. Natural products in crop protection. Bioor. Med. Chem. 17: 4022-4034.

De Feo, V., Simone, F.D. and Senatore, F. 2002. Potential allelochemicals from the essential oil of Ruta graveolens. Phytochem. 61: 573-578.

Dehgan, G. and Elmi, F. 2014. Essential oil combination of three species of Achillea growing wild in East Azerbayjan- Iran. Adv. Herb. Med. 1(1): 22-28.

De Martino, L., Mancini, E., Almeida, L.F.R. and De Feo V. 2010. The antigerminative activity of twenty-seven monoterpenes. Molecules. 15: 6630-6637.

Farooq, M., Jabran, K., Cheema, Z.A., Wahid, A. and Siddique, K.H. 2011. Role of allelopathy in agricultural pest management. Pest manag sci. 67(5): 494–506.

Ghahreman. A. 1979-1992. Colorful flora of Iran. Research Institute of Forests and Rangelands, Tehran (In Persian).

Guan, H., Chi, D., Yu, J. and Li, H. 2010. Dynamics of residues from a novel nanoimidacloprid formulation in soybean fields. Crop Prot. 29: 942-946

Haghighi, M., Afifipour, Z. and Mozafarian, M. 2012. The effect of N-Si on tomato seed germination under salinity levels. JBES. 6 (16): 87–90.

Hazrati, H., Saharkhiz, M.J., Niakousari, M. and Moein, M.R. 2017. Natural herbicide activity of Satureja hortensis L. essential oil nanoemulsion on the seed germination and morphophysiological features of two important weed species. Ecotoxicol. Environ. Saf. 142: 423-430.

Hegazy, A.K. and Farrage, H.F. 2007 Allelopathic potential of chenopodium ambrosioides on germination and seedling growth of some cultivated and weeds plants. GJBB. 2(1): 1–9

Jadidi, M., Diyanat, M. and Ebrahimi, A. 2021. Effect of nanocapsulated of rye (Secale cereale L.) extractions on germination components of two weeds, dodder (Cuscuta campestris Y.(dodder)) and purslane (Portulaca oleracea L.). Iran. IJSST. 10: 1-15. (In Persian with English Abstract)

Jalili, E. 2010. The remains were commonly used herbicides in corn field on yield and growth parameters of wheat in Karaj. Master's thesis, University of Takestan (In Persian). 71Pp.

Javidnia, K., Miri, R. and Sadegh Pour, H. 2004. Composition of the volatile oil of Achillea wilhelmsii C. Koch from Iran. Drau J. 12(2): 63-66.

Jeffrey, D.W., Timothym, C.M. and John, T.R. 1987. Solution volume and seed number: often overlooked factors in allelopathic bioassays. J. Chem. Ecol. 13: 1424–1426.

Kalinova, S., Golubinova I., Hristoskov A. and Ilieva, A. 2012. Allelopathic effect of aqueous extract from root systems of johnson grass on seed germination and initial development of soybean, pea and vetch. Allelo J. 34 (2): 111-119

Kambouzia, J. and Novin, S. 2012. The effects of some plant residues on germination and early growth of some tomato weeds. Environ. Sci. 9(2): 65-88. (In Persian with English Abstract)

Mahdavikia, F. and Saharkhiz, M.J. 2015. Phytotoxic activity of essential oil and water extract of peppermint (Mentha×piperita L. CV. Mitcham). J. Appl. Res. Med. Arom. Plants. 2: 146–153.

Mancini, E., Apostolides, A.N., De Martino, L., De Feo, V., Formisano, C., Rigano, D. and Senatore, F, 2009. Chemical composition and phytotoxic effects of essential oils of Salvia hierosolymitana boiss. and Salvia multicaulis Vahl. growing wild in Lebanon. Molecules. 14: 4725–4736

Mohammadi Bolban Azad, M. 2012 Investigation of plant phytochemistry of Achillea wilhelmsii from Taftan area. MSc thesis, Sistan and Baluchestan University, Sistan and Baluchestan, Iran. (in Persian)

Mohanraj, V.J. and Chen, Y. 2006. Nanoparticles-a review. Trop. J. Pharm. Rese. 5: 561–573.

Musavi, S.J. and Musavinik, S.M. 2013. Investigating the allelopathy effects of aqueous extract of hoary cress (Cardaria draba) on triticale (Cereal scale) seedling growth. J. Plant Pro. 26(4): 477-485. (In Persian with English Abstract)

Muscolo, A., Panuccio, M.R. and Sidari, M. 2001. The effect of phenols on respiratory enzymes in seed germination. Plant Growth Regul. 35: 31–35.

Mutlu, S., Atici, O. and Esim, N. 2010. Bioherbicidal effects of the essential oils of Nepeta meyeri Benth. On weed spp. Allelopathy J. 26: 291–300.

Mutlu, S. and Atici, O. 2009. Allelopathic effect of Nepeta meyeri Benth. extracts on seed germination and seedling growth of some cropplants. Acta Physiol. Plant. 31(1): 89-93

Nasr Isfahan, M. and Shariati, M. 2007. The effect of some allelochemicals on seed germination of Coronilla varia L. seeds. JAES. 2(5): 534–538.

Nazari, S., Deihimfard, R. and Faraji, J.  2017. An investigation into germination patterns of common lambsquarters (Chenopodium album) in reaction to temperature, salinity and waterlogging stress. Iranian J. Seed Res. 3(2): 15-30.

Nejadhabibvash, F., Medavadikia, H., Toufigh, S., Ali Mohammadyan, M., Amirfathi, G. and Panahi, S, 2017. Study of the plant growth stages effect on the color, content and composition of essential oil of Achillea wilhelmsii C. Koch. Case Study: Qushchi Ghat in West Azerbaijan province. 5(3): 47-64.

Nemeth, E. and Bernath, J. 2008. Biological activities of yarrow species (Achillea spp). Curr. Pharm. Des. 14(29): 3151-67.

Nishida, N., Tamotsu, S., Nagata, N., Saito, C. and Sakai, A. 2005. Allelopathic effects of volatile monoterpenoids produced by Salvia leucophylla: inhibition of cell proliferation and DNA synthesis in the root apical meristem of Brassica campestris seedlings. J. Chem. Ecol. 31(5): 1187–1203.

Ohno. K., Minami, T., Matsui, Y. and Magara, Y. 2008. Effects of chlorine on organophosphorus pesticides adsorbed on activated carbon: Desorption and oxon formation. Water Res. 42: 1753-1759.

Qasem, J.R. 1992. Pigweed (Amaranthus spp.) interference in transplanted tomato (Lycopersicom esculentum). J. Hortic. Sci. 67(3): 421-428.

Romagni, J.G., Allen, S. and Dayan, F.E. 2000. Allelopathic effects of volatile cineoles on two weedy plant species. J Chem Ecol. 26: 303-313.

Sadgrove, N. and Jones, G. 2015. A contemporary introduction to essential oils: chemistry, bioactivity and prospects for Australian agriculture. Agric J. 5: 48–102.

Schaffazick, S.R., Guterres, S.S.U., Freitas, L.D. and Pohlmann, A.R. 2003. Physicochemical characterization and stability of the polymeric nanoparticle systems for drug administration. Quim Nova. 26: 726–737.

Scrivanti, L.R., Zunino, M. and Zygadlo, M. 2003. Tagetes minuta and Schinus areira essential oils as allelopathic agents. Bioch. Syst. Ecol. 31: 563–572.

Seyyedi, S.M., Moghaddam, R., Shahriari, R. and Azad, M. 2015. Allelopatic effect of different caster bean organs (Ricinus communis L.) on reducing germination and growth of dodder (Cuscuta campestris Yuncker). Agroecolo. 7(2): 156-167. (In Persian with English Abstract)

Shahraki, A. and Ravandeh, M. 2012. Comparative survey on the essential oil composition and antioxidant activity of aqueous extracts from flower and stem of Achillea wilhelmsii from Taftan (Southeast of Iran). Health. Scope. 1(4): 167-172.

Sharafzadeh, S.H. 2013. Major constituents of the volatile oils of genus Achillea from Iran. Sci Agric. 2: 1-2.

Shi, J.S., Leather, G.R. and Mayanard, G. 1987. Induction of germination in dormant barnyardgrass (Echinochloa crus galli) seed by wounding. Weed Sci. 35: 753-757.

Singh, H.P., Batish, D.R., Kaur, S., Kohli, R.K. and Arora, K. 2006a. Phytotoxicity of volatile monoterpene citronellal against some weeds. Z. Naturforsch C. J. Biosci. 61: 334–340.

Singh, P.H., Batish, R.D., Kaur, S., Arora, K. and Kohli, K.R. 2006b. α-pinene inhibits growth and induces oxidative stress in roots. Ann. Bot. 98: 1261-1269.

Singh, H.P., Kaur, S., Mittal, S., Batish, D.R. and Kohli, R.K. 2009. Essential oil of Artemisia scoparia inhibit plant growth by generating reactive oxygen species and causing oxidative damage. J Chem Ecol. 35: 154–162.

Tang, J., Huang, X., Huang, X., Xiang, L. and Wang, Q.  2012. Photocatalytic degradation of imidacloprid in aqueous suspension of TiO₂ supported on H-ZSM-5. Environ. Earth Sci. 66: 441-445.

Tang, D.S., Hamayun, M., Ko, Y.M., Zhang, Y.P., Kang, S.M. and Lee, I.J. 2008. Role of red light, temperature, stratification and nitrogen in breaking seed dormancy of Chenopodium album L. JCSB. 11: 199 – 204.

Young, G.P. and Bush, J.K. 2009 Assessment of the allelopathic potential of Juniperus ashei on germination and growth of Bouteloua curtipendula. J. Chem. Ecol. 35(1):74–80.

Verdeguer, M., García-Rellán, D., Boira, H., Pérez, E., Gandolfo, S. and Blázquez, M.A. 2011. Herbicidal activity of Peumus boldus and Drimys winterii essential oils from Chile. Molecules. 16: 403–411.

Waleed, M., Azim, A.E. and Balah, M.A. 2016. Nanoemulsions formation from essential oil of Thymus capitatus and Majorana hortensis and their use in weed control. Indian J. Weed Sci. 48(4): 421–427.

Wang, R., Peng, Sh., Zeng, R., Ding, L.W. and Xu, Z. 2009. Cloning, expression and wounding induction of caryophyllene synthase gene from Mikania micrantha. H.B.K. and allelopathic potential of caryophyllene. Allelopathy J. 24(1): 35–44.

Zunino, M.P. and Zygadlo, J.A. 2004. Effect of monoterpenes on lipid oxidation in maize. Planta. 219: 303-309.

[1] Clevenger

[2] Gas Chromatography

[3] Mass spectroscopy

[4] Low energy capsules

[5] Homogenize

[6]Scaning Electron Microscope

[7] Zeta Sizer

[8] Watman, no. 1

[9] Camphor

[10] 1,8-Cineole

[11] Myrtenol

[12] Carvacrol

[13] Borneol

[14] Sabinyl acetate

[15] Terpinene- 4- ol

[16] Camphene

[17] α-pinene

[18] Caryophylene oxide

[19] Linalol

[20] Cornilanthylene acetate

[21] Grandisol

[22] Thujene

[23] Bromo acetyl chloride

[24] Sabinene

[25] α-terpineol

[26] Nerolidol

[27] Sminole