Effect of mesosulfuron methyl + iodosulfuron methyl herbicide in combination with salicylic acid on wild oat (Avena fatua)

مقدمه

یکی از دلایل فیزیولوژیک کاهش رشد، اختلال در سیستم فتوسنتزی گیاه می­باشد. اندازه­گیری فلورسانس کلروفیل برای بررسی عملکرد داخلی سیستم فتوسنتزی بسیار ارزشمند است. این روش، یکی از معمول­ترین روش­ها برای تحقیقات فتوسنتزی است. شاخصه­هایی که در زمانی کوتاه از این روش به دست می­آیند، اطلاعات بسیار مفیدی از وضعیت و سلامت فرآیندهای متابولیسمی گیاه ارائه می­کنند (Maxwell and Johnson, 2000).  شاخص Fv/Fm در بسیاری از مطالعات بررسی اثر تنش در گیاهان  مورد استفاده قرار گرفته است. در حقیقت، مقدار فلورسانس کلروفیل، سالم بودن غشای تیلاکوئید و کارآیی نسبی انتقال الکترون را از فتوسیستم II به فتوسیستم I نشان می­دهد. Fv/Fm نشان دهنده­ بیشینه کارایی فتوسیستمII و معیاری از نحوه عملکرد فتوسنتز گیاهی است، به‌طوری‌که مقدار این پارامتر برای اکثر گونه­های گیاهی در شرایط محیطی عادی 83/0 می­باشد. زمانی که گیاه با تنش مواجه می­شود، این مقدار کاهش پیدا می­کند (Fracheboud, 2006). انرژی نوری جذب شده توسط مولکول­های کلروفیل، به صورت­های مختلفی مورد استفاده قرار می­گیرد (Soltani, 2004). ممکن است همه انرژی کلروفیل برانگیخته، در واکنش­های فتوشیمیایی و فتوفیزیولوژیک مصرف شود و  انرژی به صورت گرما ساطع شود و یا به صورت تشعشع گسیل شود .در این حالت، انرژی تشعشعی گسیل شده، دارای انرژی کمتر و طول موج بیشتری است. اگر انرژی مولکول برانگیخته به صورت انرژی گرمایی یا فلورسانس ساطع شود، انرژی برای واکنش­های فتوشیمیایی کمتر می­شود؛ در نتیجه تولید و ذخیره فرآورده­های انتقال الکترون یعنی NADPH و ATP در واکنش­های نوری فتوسنتز کاهش و یا عملکرد کوانتومی فتوسیستمII کاهش پیدا می­کند (Eshghizadeh and Ehsanzadeh, 2009).  برعکس، اگر همه انرژی یک مولکول رنگ دانه برانگیخته به واکنش­های فتوشیمیایی راه یابد، هیچ فلورسانسی گسیل نخواهد شد . با توجه به این که طیف گسیل فلورسانس با طیف نور جذب شده متفاوت است، عملکرد آن قابل اندازه­گیری می­باشد. تحت تنش­های محیطی و استفاده از برخی علف­کش­ها روی گیاهان، زنجیره انتقال الکترون متوقف می­شود؛ در این حالت، یکی از روش­هایی که کلروفیل a برانگیخته برای بازگشت به حالت پایدار در پیش می­گیرد، فلورسانس است؛ میزان فلورسانس کلروفیل  a در شرایط تنش افزایش می­یابد (Coob and Read, 2010).

 علف­های­هرز از مهم‌ترین عوامل کاهش دهنده ارزش کیفی و کمی­ گیاهان زراعی می­باشند و کنترل آن‌ها در سیستم­های کشت، از مهم‌ترین اجزای زراعت به شمار می­رود. استفاده از علف­کش­ها، روش غالب برای کنترل علف­های هرز در تولید محصولات زراعی در سطح جهان هستند و به حمایت از عملکرد محصول و سود اقتصادی کمک می­کنند (Heap, 2014). کاربرد علف­کش، مهم‌ترین روش کنترل علف­های­هرز در کشاورزی است و در صورت استفاده از دوز و مرحله رشدی مناسب، کنترل اقتصادی علف­های­هرز را فراهم می­کند (Khatami et al., 2017). خاصیت انتخابی علف­کش­ها به تعدادی عوامل از جمله مرحله رشدی گیاه، روش کاربرد و شرایط محیطی که مستقیماً بر جذب، متابولیسم و یا جابجایی علف­کش­ها تأثیر می­گذارند، بستگی دارد (Zangoueinejad et al., 2019; Abdollahi et al., 2021; Alebrahim et al., 2021). بارباگالوا (Barbagallo et al., 2003) گزارش کرد برای تعیین متابولیسم تعدادی از علف‌کش­ها که به صورت مستقیم روی فتوسنتز موثر نیستند نیز می­توان از پارامترهای القای فلورسانس استفاده کرد. علف­کش­های سولفونیل­اوره ممکن است به دستگاه فتوسنتزی نیز آسیب بزنند (Saja et al., 2016)، زیرا پروتئین­های ALS گیاهی در پلاستیدها و کلروپلاست­ها قرار دارند (Shimizu et al., 2008)؛ کاربرد تری­بنورون متیل، میزان فتوسنتز و محتوای کلروفیل را تحت تأثیر قرار داد (Liu et al., 2017). قرار گرفتن برنج در معرض علف­کش ایمازاتاپیر، به غشاهای لیپیدی آسیب رساند و بیان ژن­های دخیل در فتوسنتز و متابولیسم قند را تحت تأثیر قرار داد (Qian et al., 2011; Sun et al., 2016). نتایج سان و همکاران (Sun et al., 2016) نشان داد که در گیاهان تیمار شده با ایمازاتاپیر، سیستم PSII به شدت آسیب دید و بیان بسیاری از ژن‌های مرتبط با فتوسنتز کاهش یافت. به نظر می­رسد که تخریب کلروپلاست­ها و ناتوانی در فتوسنتز، اثرات اصلی تیمارهای تریبنورون متیل و سایر مهارکننده­های ALS باشد (Baek et al., 2010; Qian et al., 2011; Liu et al., 2017). تحقیقات زیادی وجود دارد که نشان می‌دهد، بسیاری از بازدارنده­های فعالیت متابولیسم که به صورت مستقیم روی فرایندهای فتوسنتز تاثیر ندارند نیز می­توانند باعث تغییر در فلورسانس کلروفیل شوند (Crudace, 2000; Theodoulou et al., 2003). پارامترهایی مانند Fm، Fv/Fm، Fvj (تغییرات نسبی فلورسانس در مرحله J) به عنوان پارامترهای مطلوب جهت بررسی اثرات علف‌کش با نحوه عمل متفاوت شناخته شده است (Christensen, 2003). در واقع، آنالیز فلورسانس می­تواند خسارات ایجاد شده در گیاهان مورد نظر را قبل از بروز خسارت­های قابل ارزیابی چشمی و یا هر نوع روش اندازه­گیری رایج دیگر مانند وزن تر و خشک مشخص کند (Fai et al., 2007; Chitband et al., 2015).  ریثمولِر- هاگ  (Riethmuller-Haage et al., 2006) با اندازه­گیری فلورسانس کلروفیل، موفق به تشخیص زود هنگام اثرات علف­کشی در علف­های­هرز شد.

در مزرعه، رشد، نمو و تولید مثل گیاهان تحت تأثیر درجات مختلفی از عوامل زیستی و غیر زیستی قرار می­گیرند. تنش گیاه اغلب نتیجه ترکیب عوامل زنده و غیر زنده است و با توجه به این که بر عملکرد گیاه تأثیر می­گذارند، باید مورد توجه قرار گیرند (Pan, 2017). اسید سالیسیلیک نقش مهمی در تنظیم مراحل مختلف رشد و تکامل گیاه، جذب یون، فتوسنتز و مقابله با تنش دارد (El-Tayeb, 2005). نقش اسید سالیسیلک به عنوان یک مولکول پیام­رسان در واکنش گیاه به انواع تنش­ها تأیید شده است (Senaratna et al., 2000). اسید سالیسیلیک با تأثیر بر پراکسید هیدروژن، گیاه را در برابر تنش محافظت می­کند. کاهش خسارت به غشا ممکن است از طریق القا یکسری پروتئین­های خاص و به دنبال آن تولید آنتی­اکسیدانت­ها باشد که اسیدهای چرب غیراشباع را افزایش و بر فرایند فیزیولوژی گیاه اثر می­گذارد (Rademacher, 2015). تنظیم کننده­های رشد گیاهی در تکمیل فعالیت‌های نموی و واکنش گیاهان به محیط، به‌خصوص در شرایط تنش­زا نقش مهمی دارند (Varhney et al., 2015).

اکثر تحقیقات انجام شده در ارتباط با تأثیر اسید سالیسیلیک بر کاهش میزان تأثیر علف­کش بر گیاه زراعی بوده است. با توجه به این که اسید سالیسیلیک نقش مهمی در کاهش تنش علف­کشی در گیاهان زراعی (Lu et al., 2015) دارد، به دلیل حضور علف­های هرز در کنار گیاهان زراعی و کنترل شیمیایی آن‌ها، هدف از اجرای پژوهش حاضر، بررسی تأثیر علف­کش مزوسولفورن متیل + یدوسولفورون متیل به تنهایی و همراه با اسید سالیسیلیک در کنترل علف هرز یولاف‌وحشی بود.

مواد و روش­ها

به‌منظور بررسی اثر علف­کش مزوسولفورن متیل + یدوسولفورون متیل (آتلانتیس 2/1 درصد اُ-دی)[1] با دز توصیه شده 18 گرم ماده مؤثره در هکتار به تنهایی و در ترکیب با اسید سالیسیلیک[2] بر یولاف‌وحشی (Avena Fatua L.)، آزمایشی به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی با چهار تکرار در گلخانه دانشکده کشاورزی دانشگاه محقق اردبیلی در سال 1399 اجرا شد. فاکتورهای آزمایش شامل مقادیر مختلف علف­کش (صفر، 5/4، نه، 18، 36 و 72 گرم ماده مؤثره در هکتار) و اسید سالیسیلیک (صفر، 5/0 و یک میلی­مولار) بودند.  بذرهای یولاف‌وحشی از مرکز تحقیقات کشاورزی مغان تهیه شد. به‌منظور شکست خواب، بذرهای یولاف‌وحشی به مدت دو دقیقه در اسید سولفوریک غلیظ 98 درصد قرار گرفتند و سپس به مدت 72 ساعت در دستگاه ژرمیناتور  با شرایط دمایی2±25 درجه سانتیگراد و شرایط فتوپریود  18/16 ساعت روشنایی/ تاریکی با شدت نور 18000 لوکس قرار گرفتند (Andersen, 1968). پس از ظهور ساقه­چه و ریشه­چه بذرها، گیاهچه­ها در گلدان‌های پلاستیکی به قطر دهانه 15 سانتی­متر و ارتفاع 18 سانتی­متر حاوی خاک، خاکبرگ و ماسه بادی در عمق نیم سانتیمتر کاشته شدند. خاک مورد استفاده از نقاط مختلف یکی از مزارع زراعی شهر اردبیل (عدم استفاده از آفت‌کش­ها در مزرعه مذکور به‌مدت چند سال) به‌طور تصادفی برداشت و از ترکیب آن‌ها، نمونه نهایی تهیه شد. شرایط رشدی در گلخانه شامل 14 ساعت روشنایی و 10 ساعت تاریکی با دمای روزانه 27 درجه سانتیگراد و دمای شبانه 24 درجه سانتیگراد بود (Van Rensen and Vredenberg, 2009). پس از سبز شدن علف­هرز، در هر گلدان سه بوته نگهداری و بقیه حذف شد.

تیمارهای آزمایشی در مرحله سه الی چهار برگی اعمال شد. مقدار علف­کش آتلانتیس  نسبت به سطح هر گلدان محاسبه و با مقدار مناسبی آب که برای اسپری سطح هر گلدان کافی باشد، مخلوط شد. سمپاشی در غروب و در دمای 27 درجه سانتیگراد با یک سمپاش پشتی مجهز به نازل بادبزنی (تی جت) و با فشار دو تا 5/2 بار انجام شد. اعمال تیمارهای اسید سالیسیلیک با غلظت­های مختلف سه روز قبل از اسپری علف­کش بود (Radwan, 2012).

به‌منظور  اندازه­گیری فلورسانس کلروفیل a توسط دستگاه فلورسانس کلروفیل[3]، در فواصل زمانی یک، سه، پنج و هفت روز بعد از سمپاشی، برگ­های توسعه یافته بالای بوته­ها انتخاب شدند (Yaghoubian, 2016) و با استفاده از کلیپس­های مخصوص به مدت 20 دقیقه در تاریکی قرار گرفتند تا تمام مراکز واکنش دستگاه فتوسنتزی باز شده و آماده انتقال الکترون شوند. سپس یک پالس نوری در طول موج 650 نانومتر با شدت 3000 میکرومول فوتون بر مترمربع بر ثانیه و به مدت چهار ثانیه به این برگ­ها تابیده شد و شاخص­های فلورسانس حداقل (Fo)، فلورسانس حداکثر (Fm) و حداکثر کارایی فتوشیمیایی فتوسیستم II (Fv/Fm) مورد انداز­ه­گیری قرار گرفتند (Kheirizadeh Arough, 2016). شاخص کلروفیل با استفاده از دستگاه کلروفیل متر[4] اندازه­گیری شد. سه هفته بعد از اعمال تیمارهای مورد نظر، از هر گلدان دو بوته برداشت و وزن تر اندازه­گیری شد و سپس به مدت 48 ساعت در دمای 72 درجه سانتیگراد در آون قرار داده شدند و وزن خشک آن‌ها اندازه­گیری شد. تجزیه داده­ها با نرم افزار SAS 9.1 و مقایسه میانگین  با آزمون­ حداقل تفاوت معنی­دار [5](LSD) در سطح احتمال پنج درصد انجام شد. برای رسم منحنی و محاسبه معادلات رگرسیونی، از نرم افزار 2013 EXCEL   برای مقایسه بین روند دز- پاسخ از نرم افزار Sigmaplot استفاده شد. توابع مورد استفاده عبارت بودند از:

1) تابع لجستیک سه پارامتره   ( )

2) تابع سیگموییدی سه پارامتره    

نتایج و بحث

فلورسانس حداقل (Fo)

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که بین غلظت­های مختلف علف­کش اتلانتیس، اختلاف معنی­داری در سطح احتمال یک درصد وجود داشت، درحالی‌که اثر محلول پاشی اسید سالیسیلیک و اثرات متقابل هر دو تیمار (محلول پاشی اسید سالیسیلیک و علف­کش آتلانتیس) غیرمعنی­دار بود (جدول 1).

جدول 1- تجزیه واریانس (میانگین مربعات) فلورسانس حداقل (F0) یولاف‌وحشی طی یک ، سه ، پنج و هفت روز پس از کاربرد دزهای مختلف علف­کش آتلانتیس به تنهایی و در ترکیب با سالسیلیک اسید

Table 1. Variance analysis (mean square) of Avena fatua L. minimal fluorescence (Fo) 1, 3, 5 and 7 days after the application of different doses of Atlantis herbicide alone and in combination with salicylic acid

* ، ** و ns : به‌ترتیب بیانگر معنی­داری در سطح پنج و یک درصد و عدم اختلاف معنی­داری می­باشد.

*, ** and ns: significant at 5% and 1% of probability levels and non-significant, respectively.

از روز اول بعد از تیمار بوته‌های یولاف‌وحشی با علف­کش آتلانتیس، میزان F0 تفاوت معنی­داری با تیمار کنترل (عدم کاربرد علف­کش) داشت که بیشترین تفاوت برای تیمارهای 18، 36 و 72 گرم ماده موثره در هکتار بود (شکل 1).

شکل 1- پاسخ فلورسانس حداقل (F0) یولاف‌وحشی به مقادیر مختلف کاربرد علف­کش آتلانتیس و اسید سالیسیلیک طی یک ، سه ، پنج و هفت روز پس از کاربرد علف‌کش. میله‌ها نشان دهنده­ انحراف معیار، بر اساس تکرارهای آزمایش هستند.

Figure 1. Response of Avena fatua L. minimum fluorescence (Fo) to different doses of Atlantis herbicide and salicylic acid during 1, 3, 5 and 7 days after herbicide application. Bars represent standard deviation based on the replications.

با توجه به نتایج، SA نتوانست بر تاثیر علف­کش بر شاخص فلورسانس حدقل تاثیرگزار باشد. این روند به شکل ملموس­تری در شکل 1 رسم و با تابع سیگموئیدی سه پارامتره برازش داده شده است. بیشترین میزان F0 (169 با افزایش96/56 درصدی) هفت روز بعد از اسپری علف­کش در تیمار 72 گرم ماده موثره در هکتار و کمترین مقدار (95 با افزایش 35/0 درصدی) در تیمار 5/4 گرم ماده مؤثره در هکتار، سه روز بعد از اسپری علف­کش بود (شکل 1). افزایش فلورسانس اولیه می­تواند نشان­دهنده تخریب مرکز واکنش فتوسیستمPSII ، دگرگونی ساختار و تغییر در رنگدانه­های فتوسیستم II در شرایط تنش باشد (Havaux and Niyogi, 1999). هنگامی که نور در سطح متوسط باشد، بخش غالب آن در فعالیت­های فتوشیمیایی به مصرف فتوسنتز می­رسد و بخش کمی از انرژی نورانی به­صورت فلورسانس ساطع می­گردد که به عنوان فلورسانس کمینه شناخته می­شود (Rohacek et al., 2008). افزایش F0 نشان از آسیب به زنجیره انتقال الکترون در اثر کاهش ظرفیت کوئینون آ (QA) و عدم اکسیداسیون کامل آن به دلیل جریان کند الکترون در طول مسیر فتوسیستم II و در مجموع غیرفعال شدن فتوسیستم II دارد (Zlatev and Yordanov, 2004). نتایج تحقیقی که توسط پورحیدر و همکاران (Porheidar Ghafarbi et al., 2017) بر روی علف هرز سلمه تره انجام شد نشان داد که کاربرد اسید سالیسیلیک مانع افزایش F0 در تیمارهای علف­کشی نشد. در واقع افزایش F0 در نتیجه کاربرد علف­کش می­تواند به دلیل کاهش فعالیت فتوسیستم II در اثر تخریب سیستم فتوسنتزی باشد (Cobb and Read, 2010). به دنبال ممانعت از انتقال الکترون در فتوسیستم II، گونه­هایی از اکسیژن فعال تولید می‌شود که این گونه­های اکسیژن فعال، باعث پراکسیداسیون لیپیدهای غشایی می­شوند (Han and wang, 2002).

فلورسانس حداکثر(Fm)

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که بین غلظت­های مختلف علف­کش اتلانتیس اختلاف معنی­داری در سطح احتمال یک درصد وجود داشت. اثر محلول پاشی اسید سالیسیلیک و اثرات متقابل هر دو تیمار (محلول پاشی اسید سالیسیلیک و علف­کش آتلانتیس) در روز پنجم به‌ترتیب در سطح احتمال یک و پنج درصد معنی­دار بود ولی در بقیه مراحل غیرمعنی­دار شد (جدول 2).

جدول 2- تجزیه واریانس) میانگین مربعات) فلورسانس حداکثر Fm یولاف‌وحشی طی یک ، سه ، پنج و هفت روز پس از کاربرد دزهای مختلف علف­کش آتلانتیس به تنهایی و در ترکیب با سالسیلیک اسید

Table 2. Variance analysis (mean square) of Avena fatua L. maximum Fluorescence (Fm) 1, 3, 5 and 7 days after application of different doses of Atlantis herbicide alone and in combination with salicylic acid

** و ns : به‌ترتیب بیانگر معنی­داری در سطح یک درصد و عدم اختلاف معنی­داری می­باشد.

 ** and ns: significant at 1% of probability levels and non-significant, respectively.

از روز اول,  بعد از تیمار بوته­های یولاف‌وحشی با علف­کش آتلانتیس، میزانFm  تفاوت معنی­داری با تیمار کنترل (عدم کاربرد علف­کش) داشت و مقدار Fm در تیمار کنترل در روزهای پنجم و هفتم نسبت به دو زمان اول افزایش داشت. بیشترین (687 با کاهش 39/13 درصدی) و کمترین (67/324 با کاهش 38/99 درصدی) مقدار Fm به‌ترتیب مربوط به تیمارهای 5/4 گرم ماده مؤثره در هکتار، هفت روز بعد از اسپری و 72 گرم ماده مؤثره در هکتار، سه روز بعد از اسپری علف­کش بودند (شکل2). با توجه به نمودارها، سالسیلیک اسید نتوانست بر تاثیر علف­کش بر شاخص فلورسانس حداکثر تاثیرگزار باشد. روند پاسخ  به علف­کش و اسید سالیسیلیک با تابع لجستیک سه پارامتره نشان داده شد (شکل 2). در واقع  Fm بیشترین واکنش را نسبت به کاربرد علف­کش نشاده داد. کاهش شدید Fm در دزهای بالای علف­کش نسبت به شاهد می­تواند ناشی از کاهش فعالیت فتوسیستم II در اثر تخریب سیستم فتوسنتزی باشد (Cobb and Read, 2010). مهتا و همکاران (Mehta et al., 2010) کاهش Fm  در شرایط تنش را ناشی از کاهش فعالیت فتوسیستم II  را گزارش کردند.

شکل2-  پاسخ فلورسانس حداکثر (Fm) یولاف‌وحشی به مقادیر مختلف کاربرد علف­کش آتلانتیس و اسید سالیسیلیک طی یک ، سه ، پنج و هفت روز پس از کاربرد علف‌کش. میله‌ها نشان دهنده­ی انحراف معیار، بر اساس تکرارهای آزمایش هستند.

Figure 2. Response of Avena fatua L. maximum fluorescence (Fo) to different doses of Atlantis herbicide and salicylic acid 1, 3, 5 and 7 days after herbicide application. Bars represent standard deviation based on replications.

حداکثر کارآیی کوانتومی فتوسیستم II (Fv/Fm)

نتایج تجزیه واریانس اثر غلظت­های مختلف علف­کش اتلانتیس، بیان کننده اختلاف معنی­داری در سطح احتمال یک درصد در همه مراحل بود. اثر محلول پاشی اسید سالیسیلیک در روزهای اول و هفتم در سطح احتمال یک درصد معنی­دار و در روزهای سوم و پنجم غیرمعنی­دار بودند. اثرات متقابل هر دو تیمار (محلول پاشی اسید سالیسیلیک و علف­کش آتلانتیس) در روزهای اول، سوم و پنجم غیرمعنی­دار و در روز هفتم در سطح احتمال یک درصد معنی­دار بود (جدول 3).

جدول 3- تجزیه واریانس(میانگین مربعات) حداکثر عملکرد کوانتومی (Fv/Fm) یولاف‌وحشی طی یک ، سه ، پنج و هفت روز پس از کاربرد دزهای مختلف علف­کش آتلانتیس به تنهایی و در ترکیب با سالسیلیک اسید

Table 3. Variance analysis (mean square) of Avena fatua L.  maximum quantum yield of photochemistry (Fv/Fm), 1, 3, 5 and 7 days after application of different doses of Atlantis herbicide alone and in combination with salicylic acid

* ، ** و ns : به‌ترتیب بیانگر معنی­داری در سطح پنج و یک درصد و عدم اختلاف معنی­داری می­باشد.

*, ** and ns: significant at 5% and 1% of probability levels and non-significant, respectively.

بیشترین و کمترین مقدار Fv/Fm  به‌ترتیب مربوط به تیمار 5/4 گرم ماده مؤثره در هکتار  (781/0 با کاهش 38/0 درصدی) و دز 72 گرم ماده موثره در هکتار (583/0 با کاهش 29/35 درصدی) به‌ترتیب در پنج و هفت روز بعد از اسپری علف­کش بود (شکل 3)

شکل 3- پاسخ حداکثر عملکرد کوانتومی (Fv/Fm) یولاف‌وحشی به مقادیر مختلف کاربرد علف­کش آتلانتیس و اسید سالیسیلیک طی یک ، سه ، پنج و هفت روز پس از کاربرد علف‌کش. میله‌ها نشان دهنده­ انحراف معیار، بر اساس تکرارهای آزمایش هستند.

Figure 3. Response of Avena fatua L.  maximum quantum yield of photochemistry (Fv/Fm) to different doses of Atlantis herbicide and salicylic acid, 1, 3, 5 and 7 days after herbicide application. Bars represent standard deviation based on replications.

با توجه به نمودارها، اسید سالیسیلیک نتوانست بر تاثیر علف­کش بر شاخص فلورسانس حداکثر تاثیرگزار باشد. روند پاسخ  به علف­کش و اسید سالیسیلیک در شکل 3 رسم و با تابع لجستیک سه پارامتره برازش داده شده است. حداکثر کارایی فتوشیمیایی فتوسیستم II در تیمارهای علف­کشی در مقایسه با کنترل، با گذشت زمان کاهش می­یابد. در شرایط تنش، به دلیل کاهش انتقال الکترون از  PSIIبه PSI و کاهش فعالیت فتوشیمیایی فتوسیستمII، بازده کوانتومی بیشینه (Fv/Fm) PSII  کاهش می­یابد (Habibi, 2017). نتایج حاصل از بررسی­ها مؤید این مطلب است که پروتئین D1 (پلیپپتید ساختمانی موجود در PSII)، کمپلکس آزاد کننده اکسیژن و مراکز واکنش  PSII تحت تأثیر تنش تخریب می­شوند (Sikder, 2015).  بر اساس نتایج تحقیق حسن­نژاد و همکاران(Hassannejad et al., 2020)، Fv/Fm در علف‌هرز توق تحت تاثیر علف­کش نیکوسولفورون قرار نگرفت، درحالی‌که با کاربرد علف­کش بنتازون کاهش یافت. با افزایش زمان بعد از کاربرد علف­کش، مقدار Fv/Fm به شدت کاهش یافت و کمترین مقدار در 84 ساعت بعد از کاریرد علف­کش به‌دست آمد. کاربرد علف­کش­های متریبوزین، هالوسولفورون و فلومیوکسازین در سیب زمینی، باعث اختلال در فعالیت فتوسیستم II از طریق کاهش حداکثر عملکرد کوانتومی (Fv/Fm) شد (Kakhoran et al., 2021). کاربرد علف­کش­ها روی گیاه ممکن است سیستم فتوسنتزی را به‌طور مستقیم و یا غیر مستقیم، از طریق تأثیر بر هدایت روزنه­ای، رنگدانه­های فتوسنتزی، فرایندهای جذب نور و ...، تحت تأثیر قرار دهد. حتی اگر سیستم فتوسنتزی، محل عمل اصلی علف­کش نباشد، فتوسنتز و شاخص­های مرتبط با آن، صفات مناسبی برای بررسی صدمات ایجاد شده توسط علف­کش­ها می­باشند (Dayan and Zaccaro, 2012). از این رو، با بررسی تغییرات به‌وجود آمده در فلورسانس کلروفیل a می­توان به مطالعه اثرات علف‌کش‌هایی با مکانیسم عمل متفاوت پرداخت (Barbagallo et al., 2003). با این که سیستم فتوسنتزی، محل هدف اصلی این علف‌کش نمی­باشد، کاربرد علف­کش ایمازاماکس در آفتابگردان (با مکانیسم بازدارندگی فعالیت استوهیدروکسی اسید سنتئاز (AHAS))، پارامترهای فلورسانس کلروفیل a را تحت تأثیر قرار داد (Balabanova at al., 2016). همچنین در مطالعات دیگری گزارش شده است که کاربرد علفکش­های آسولام، بیفنوکس، توفوردی، گلایفوست، دیکلوفوپ متیل، ایمازاپیر، دایکامبا + توفوردی و ستوکسیدیم، با وجود این که تأثیر مستقیمی بر فتوسنتز ندارند، ولی روی فلورسانس کلروفیلa  اثرگذار بودند (Avarseji et al., 2012; Hammati et al., 2014). در بررسی دیگری، کاهش نسبت Fv/Fm در نتیجه کاربرد علف­کش ستوکسیدیم (بازدارنده ACCase ) بر روی یولاف، مشاهده شد (Hammami et al., 2014).

شاخص کلروفیل برگ

نتایج تجزیه واریانس حاکی از تفاوت معنی­دار بین غلظت­های مختلف علف­کش آتلانتیس در مراحل یک، سه، پنج و هفت روز بعد از کاربرد علف­کش و عدم تفاوت معنی­داری بین غلظت­های مختلف اسید سالیسیلیک و اثرات متقابل هر دو تیمار (محلول پاشی اسید سالیسیلیک و علف­کش آتلانتیس) در سطح احتمال یک درصد بود (جدول 4). در تیمار بدون کاربرد علف­کش، شاخص کلروفیل برگ با گذشت زمان افزایش یافت، اما در تیمارهای علف­کشی و با گذشت زمان، روند نزولی داشت. کاربرد اسید سالیسیلیک، شاخص کلروفیل برگ را در تیمار شاهد بهبود بخشید، ولی مانع کاهش آن در تیمارهای علف­کشی نشد. بیشترین میزان شاخص کلروفیل در تیمار کنترل (03/24 با کاهش 69/0 درصدی) و کمترین آن (13/11 با کاهش 120 درصدی) در تیمار 72 گرم ماده موثره در هکتار به‌ترتیب در پنج و هفت روز بعد از اسپری علف­کش بود (شکل 4). روند پاسخ  به علف­کش و اسید سالیسیلیک در شکل 4 رسم و با تابع لجستیک سه پارامتره برازش داده شده است. با گذشت زمان، حداکثر کارایی فتوشیمیایی فتوسیستم II در تیمارهای علف­کشی در مقایسه با کنترل کاهش یافت. کاهش محتوای کلروفیل می­تواند به عنوان یک علامت قابل مشاهده برای نظارت بر آسیب به رشد و نمو گیاهان استفاده شود. پراکسیداسیون لیپیدها می­تواند با مهار سنتز کلروفیل و در نتیجه فتوسنتز، به کلروپلاست آسیب رساند (Ella et al., 2003). کاهش شاخص کلروفیل در اثر تنش می­تواند ناشی از افزایش تولید رادیکال­های آزاد اکسیژن در سلول باشد که این رادیکال­ها موجب پراکسیداسیون و تجزیه این رنگدانه­ها می­شوند (Schutz and Fangmier, 2001).

جدول 4- تجزیه واریانس(میانگین مربعات) شاخص کلروفیل یولاف‌وحشی طی یک ، سه ، پنج و هفت روز پس از کاربرد دزهای مختلف علف­کش آتلانتیس به تنهایی و در ترکیب با سالسیلیک اسید

Table 4. Variance analysis (mean square) of Avena fatua L. chlorophyll index, 1, 3, 5 and 7 days after application of different doses of Atlantis herbicide alone and in combination with salicylic acid

* ، ** و ns : به‌ترتیب بیانگر معنی­داری در سطح پنج و یک درصد و عدم اختلاف معنی­داری می­باشد.

*, ** and ns: significant at 5% and 1% of probability levels and non-significant, respectively.

شکل4-  پاسخ شاخص کلروفیل یولاف‌وحشی به مقادیر مختلف کاربرد علف­کش آتلانتیس و اسید سالیسیلیک طی یک ، سه ، پنج و هفت روز پس از کاربرد علف‌کش. میله‌ها نشان دهنده­ انحراف معیار، بر اساس تکرارهای آزمایش هستند.

Figure 4. Response of Avena fatua L. chlorophyll index to different doses of Atlantis herbicide and salicylic acid, 1, 3, 5 and 7 days after herbicide application. Bars represent standard deviation based on replications.

تنش­های محیطی باعث افزایش غلظت تنظیم کننده­های رشد می­شوند که محرک آنزیم کلروفیلاز هستند و به این ترتیب، کلروفیل­ها بر اثر این آنزیم­ها تجزیه می­شوند (Orabi et al., 2010). بر اساس گزارشاتی که توسط محققین ارائه شده است، اسید سالیسیلیک در غلظت­های بالا می­تواند باعث کاهش محتوای کلروفیل و در نهایت مرگ گیاه شود (Poor et al., 2003; Fayez et al., 2013). اسید سالیسیلیک به مقدار مناسب و بسته به گونه گیاه می­تواند به عنوان تنظیم کننده رشد، باعث افزایش فعالیت آنتی­اکسیدانی آنزیم­ها و افزایش تحمّل گیاه به تنش­های غیرزیستی شود (He et al., 2002; Radwan, 2012).

وزن تر و خشک

تفاوت معنی­دار در سطح احتمال یک درصد بین غلظت­های مختلف علف­کش اتلانتیس در مراحل یک، سه، پنج و هفت روز بعد از کاربرد علف­کش و پنج درصد بین غلظت­های مختلف اسید سالیسیلیک و عدم معنی­داری اثرات متقابل هر دو تیمار (محلول پاشی اسید سالیسیلیک و علف­کش آتلانتیس) بود (جدول 5).

جدول 5- تجزیه واریانس (میانگین مربعات) وزن تر و خشک یولاف‌وحشی، سه هفته پس از کاربرد دزهای مختلف علف­کش آتلانتیس به تنهایی و در ترکیب با سالسیلیک اسید

Table 5. Variance analysis (mean square) of Avena fatua L. fresh and dry weight three weeks after application of different doses of Atlantis herbicide alone and in combination with salicylic acid

* ، ** و ns : به‌ترتیب بیانگر معنی­داری در سطح پنج و یک درصد و عدم اختلاف معنی­داری می­باشد.

*, ** and ns: significant at 5% and 1% of probability levels and non-significant, respectively.

وزن تر و خشک یولاف‌وحشی تحت تأثیر تیمارهای مختلف علف­کشی در مقایسه با کنترل )عدم مصرف علف­کش( کاهش یافت. وزن تر و خشک حتی در دزهای پایین­تر از دز توصیه شده هم کاهش داشته است. اسید سالیسیلیک در تیمار بدون علف­کش، باعث افزایش وزن تر و خشک یولاف‌وحشی شد، اگر چه این افزایش معنی­دار نبود. روند پاسخ  به علف­کش و اسید سالیسیلیک در شکل 5 رسم و با تابع لجستیک سه پارامتره برازش داده شده است.  علف­کش مذکور با ممانعت از فعالیت آنزیم استولاکتات سینتاز (ALS) به گیاه خسارت می­زند. کاهش زیست توده و رشد در مواجهه با غلظت بالای علف­کش می­تواند ناشی از کاهش فتوسنتز گیاه به دلایل متعددی از قبیل ممانعت از ساخت یا تخریب رنگیزه­های فتوسنتزی، اختلال در عمل روزنه­ها، کاهش کارایی مصرف آب و کاهش تثبیت دی­اکسید کربن باشد (Esperanza et al., 2016).  بنا بر گزارشات، استفاده از اسید سالیسیلیک در گیاه نخود فرنگی، باعث افزایش ارتفاع، سطح برگ، وزن خشک برگ و میزان فتوسنتز خالص برگ می­شود (Martel and Qaderi, 2016). افزایش وزن تر و خشک زیست توده در فلفل شیرین با کابربرد هورمون رشدی در شرایط تنش گزارش شده است (Korkmaz, 2005). به نظر می­رسدکه افزایش وزن تر و خشک در اثر کاربرد اسید سالیسیلیک، به دلیل فعالیت آنتی اکسیدانی این ماده باشد. در واقع، تیمار با اسید سالیسیلیک باعث افزایش مقادیر لیگنین در دیواره سلولی می­شود که این خود می­تواند باعث افزایش وزن تر و خشک در تیمار شاهد (عدم مصرف علف­کش) شود. همچنین افزایش وزن خشک، احتمالا به‌دلیل تاثیر این ماده بر تثبیت بیشتر CO₂ و تاثیر در فرایندهای مختلف فتوسنتز برای تثبیت کربن و تولید بیشتر آسیمبلات باشد (Vafabakhsh et al., 2008).

شکل 5- پاسخ وزن تر و خشک یولاف‌وحشی به مقادیر مختلف کاربرد علف­کش آتلانتیس و اسید سالیسیلیک سه هفته پس از کاربرد علف‌کش. میله‌ها نشان دهنده­ انحراف معیار، بر اساس تکرارهای آزمایش هستند.

Figure 5. Response of Avena fatua L. fresh and dry weight to different doses of Atlantis herbicide and salicylic acid, three weeks after herbicide application. Bars represent standard deviation based on replications.

نتیجه­ گیری کلی

نتایج تحقیق حاضر نشان داد که کاربرد علف­کش، باعث افزایش تولید اکسیژن واکنش­پذیر  (ROS) در گیاهان می­شود. اسید سالسیلیک، اثرات کلیدی در پایداری غشاء دارد و احتمالاً با پاکسازی گونه­های اکسیژن واکنش­پذیر، تا حدودی باعث حفظ پایداری غشاء در گیاهان تیمار شده با علف­کش می­شود. در مجموع، نتایج حاضر نشان داد که استفاده از اسید سالیسیلیک قبل از علف­کش آتلانتیس جهت کنترل علف هرز یولاف‌وحشی، تأثیری در کارایی علف­کش مذکور نداشت، به‌طوری‌که در غلظت­های مختلف علف­کشی نسبت به تیمار کنترل (عدم کاربرد علف­کش)، شاخص­های F0  افزایش و Fm، Fv/Fm کاهش یافت. همچنین میزان شاخص کلروفیل در تیمارهای علف­کشی از چند روز بعد از سمپاشی شروع به کاهش کرد. وزن تر و خشک علف‌هرز یولاف‌وحشی سه هفته بعد از سمپاشی نسبت به تیمار کنترل (عدم کاربرد علف­کش) در همه تیمارها کاهش محسوسی داشت.  

منابع

Abdollahi, F., Alebrahim, M.T., Ngov, C., Lallemand, E., Zheng, Y., Villette, C., Zumsteg, J., André, F., Navrot, N., Werck-Reichhart, D. and Miesch, L. 2021. Innate promiscuity of the CYP706 family of P450 enzymes provides a suitable context for the evolution of dinitroaniline resistance in weed. New Phytol. 229: 3253–3268.

Alebrahim, M.T., Majd, R., Abdollahi, F., Zangoueinejad, R., Dayan, F.E., Mathiassen, S.K. and Kudsk, P. 2021. Absorption and metabolism of foliar-applied rimsulfuron in potato (Solanum tuberosum L.), common lambsquarters (Chenopodium album L.) and redroot pigweed (Amaranthus retroflexus L.), Potato Res. 64: 635–648.

Andersen, R.N. 1968. Germination and establishment of weeds for experimental purposes. Weed Science Society of American, Urbana IL: 26-27.

Avarseji, Z., Rashedmohassel, M.H., Nezami, A., Abbaspoor, M. and Nassirimahallati, M. 2012. Dicamba + 2, 4-D affects the shape of the Kautsky curves in wild mustard (Sinapis arvensis). Plant Knowl. 1: 41-45.

Baek, D., Pathange, P., Chung, J.S., Jiang, J., Gao, L., Oikawa, A., Hirai, M.Y., Saito, K., Pare, P.W. and Shi, H. 2010. A stress-inducible sulphotransferase sulphonates salicylic acid and confers pathogen resistance in Arabidopsis. Plant Cell Environ. 33:1383–92.

Balabanova, D.A., Paunov, M., Goltsev, V., Cuypers, A., Vangronsveld, J. and Vassilev, A. 2014. Photosynthetic performance of the imidazolinone resistant sunflower exposed to single and combined treatment by the herbicide imazamox and an amino acid extract. Front. Plant Sci. 7: 1-10.

Barbagallo, R.P., Oxborough, K., Pallett, K.E. and Baker, N.R. 2003. Rapid, non-invasive screening for perturbations of metabolism and plant growth using chlorophyll flurescence imaging. Plant Physiol. 132: 485-493.

Chitband, A.A., Ghorbani, R., Rashed Mohassel, M.A., Abbaspoor, M., and Abbasi, R. 2015a. Reduced dose of PSII + fatty acid inhibitors herbicides and clopyralid mixtures and their chlorophyll fluorescence evaluation to control important broadleaf weeds in Sugar beet (Beta vulgaris L.). Ph.D thesis. Department of Agonomy, Faculty of Agiculture: Ferdowsi University of Mashhad. (In Persian with English summary).

Christensen, M.G., Teicher, H.B., and Streibig, J.C. 2003. Linking fluorescence induction curve and biomass in herbicide screening. Pest Manage. Sci. 59: 1303-1310.

Cobb, A.H and Reade, P.H.R. 2010. Herbicides and Plant Physiology, 2^nd ed. Wiley Blackwell Publication. New York. 286 Pp. 

Crudace, A.J. 2000. The investigation of the in vivo behavior of a maize herbicide-Isoxaflutole. PhD thesis. University of Essex. Colchester, UK.

Dayan, F.E. and Zaccaro M.L.M. 2012. Chlorophyll fluorescence as a marker for herbicide mechanisms of action. Pest. Biochem. Physiol. 102:189–197.

Ella, E.S., Kawano, N. and Ito, O. 2003. Importance of active oxygen-scavenging system in the recovery of rice seedlings after submergence. Plant Sci.165: 85-93.

El-Tayeb, M.A. 2005. Response of barley gains to the interactive effect of salinity and salicylic acid. Plant Gowth Regul. 45: 215-224.

Eshghizadeh, H.R. and Ehsanzadeh, P. 2009. Effect of different irrigation regimes on corn (Zea mays L.) genotypes, fluorescence chlorophyll, growth characteristics and seed yield. Iran. J. Field Crop Sci. 40(2): 135-144.

Esperanza, M., Seoane, M., Rioboo, C., Herrero, C. and Cid, A. 2016. Early alterations on photosynthesis-related parameters in Chlamydomonas reinhardtii cells exposed to atrazine: A multiple approach study. Sci. Total Environ. 554: 237-245.

Fai, P.B., Gant, A. and Reid, B. 2007. Chlorophyll a fluorescence as a biomarker for rapid toxicity assessment. Environ. Toxicol. Chem. 26: 1520–1531.

Fayez, K.A., Radwan, D.E.M., Mohamed, K.A. and Abdelrahman, M.A. 2013. Alteration in protein contents and polypeptides of peanut plants due to herbicides and salicylic acid treatments. J. Environ. Stud. 11: 27–36.

Fracheboud, Y. 2006. Using chlorophyll fluorescence to study photosynthesis. Institute of Plant Sciences ETH, Universitat strass 2, CH-8092. Zürich.

Habibi, G. 2017. Physiological, photochemical and ionic responses of sunflower seedlings to exogenous selenium supply under salt stress. Acta Physiol Plant. 39: 213-225.

Hammami, H., Rashed Mohassel, M.H., Parsa, M., Bannayan-Aval, M. and Zand, E. 2014. Behavior of sethoxydim alone or in combination with turnip oils on chlorophyll fluorescence parameter. Not. Sci. Biol. 6(1): 112-118.

Hassannejad, S., Porheidarghafarbi, S. and Lotfi, R. 2020. How photosynthetic light phase of spiny cocklebur (Xanthium spinosum L.) changes during times after herbicide application. J. Plant Physiol. Breed. 10: 61-70.

Havaux, M. and Niyogi, K.K. 1999. The violoxanthin cycle protects plants from photo-oxidative damage by more than one mechanism. Proc. Nation. Aca. Sci. 96: 8762- 8767.

He, Y.L., Liu, Y.L., Chen, Q., and Bian, A.H. 2002. Thermo-tolerance related to antioxidation induced by salicylic acid and heat hardening in tall fescue seedlings. J. Plant Physiol. Molcul. Biol. 28: 89–95.

Heap, I. 2014. Global perspective of herbicide‐resistant weeds. Pest. Manag. Sci. 70: 1306–1315.

Khatami, S.A., Alebrahim, M.T. and Majd, R. 2017. The effect of rimsulfuron application time and dose on weed control and potato (Solanum tuberosum) tuber yield. Iran. J. Weed Sci. 12: 185–198.

Kheirizadeh Arough, Y., Seyed Sharifi, R., Sedghi, M. and Barmaki, M. 2016. Effect of zinc and bio fertilizers on antioxidant enzymes activity, chlorophyll content, soluble sugars and proline in Triticale under salinity condition. Not. Bot. Hortic Agobot. Cluj-Napoca. 44: 116-124.

Korkmaz, A. 2005. Inclusion of acetyl salicylic acid and methyl jasmonate into the priming solution improves low temperature germination and emergence of sweet pepper. Hort Science. 40:197-200.

Liu, X.Q., Yu, C.Y., Dong, J.G., Hu, S.W. and Xu, A.X. 2017. Acetolactate synthase-inhibiting gametocide amidosulfuron causes chloroplast destruction, tissue autophagy, and elevation of ethylene release in rapeseed. Front Plant Sci. 8:1625.

Lu, Y.C., Zhangc, S.H. and Yang, H. 2015. Acceleration of the herbicide isoproturon degadation in wheat by glycosyltransferases and salicylic acid. J. Hazard. Mater. 283: 806–814.

Martel, A.B. and Qaderi, M.M. 2016. Does salicylic acid mitigate the adverse effects of temperature and ultraviolet-B radiation on pea (Pisum sativum) plants? Environ. Exp. Bot. 122: 39–48.

Maxwell, K., and Johnson, G.N. 2000. Chlorophyll fluorescence a practical guide. J. Expt. Bot. 51: 659-668.

Mehta, P., Jajoo, A., Mathur, S. and Bharti, S. 2010. Chlorophyll a fluorescence study revealing effects of high salt stress on Photosystem II in wheat leaves. Plant Physiol. Biochem. 48: 16-20.

Orabi, S.A., Salman, S.R. and Shalaby, A.F. 2010. Increasing resistance to oxidative damage in cucumber (Cucumis sativus L.) plants by exogenous application of salicylic acid and paclobutrazol. World J. Agic. Sci. 6: 252- 259.

Pan, D., Li, Q.X., Lin, Z., Chen, C., Tang, W., Pan, C., Tan, H. and Zeng, D. 2012.  Interactions between salicylic acid and antioxidant enzymes tilting the balance of H₂O₂ from photorespiration in non‐target crops under halosulfuron‐methyl stress. Pestic. Biochem. Physiol. 143: 214–223.

Poór, P., Gémes, K., Horváth, F., Szepesi, Á., Simon, M.L. and Tari, I. 2011. Salicylic acid treatment via the rooting medium interferes with stomata response, CO2 fixation rate and carbohydrate metabolism in tomato, and decreases harmful effects of subsequent salt stress. Plant Biol. 13: 105–114.

Porheidar Ghafarbi, S., Rahimian, H., Alizadeh, H. and Hassannejad, S. 2017. Study on the effect of salicylic acid (SA) mixture with some herbicides on chlorophyll a fluorescence and some morphological traits of common lambesquarts (Chenopodium album). Iranian J. Weed Sci. 13: 175-191.

Qian, H., Wang, R., Hu, H., Lu, T., Chen, X., Ye, H., Liu, W. and Fu, Z. 2011. Enantioselective phytotoxicity of the herbicide imazethapyr and its effect on rice physiology and gene transcription. Environ Sci Technol. 45: 7036–43.

Rademacher, W. 2015. Plant growth regulators: backgrounds and uses in plant production. J. Plant Growth Regul. 34: 845-872.

Radwan, D.E.M. and Soltan, D.M. 2012. The negative effects of clethodim in photosynthesis and gas-exchange status of maize plants are ameliorated by salicylic acid pretreatment. Photosynthetica. 50: 171-179.

Riethmuller-Haage, I., Lammert, B., Kropff, M.J., Harbinson, J. and Kempenaar, C. 2006. Can photosynthesis-related parameters be used to establish the activity of acetolactate synthase–inhibiting herbicides on weeds? Weed Sci. 54: 974–982.

Rohacek, K., Soukupova, J. and Bartak, M. 2008. Chlorophyll fluorescence: A wonderful tool to study plantphysiology and plant stress. Plant cell compartments­ selected topics. Research Signpost. 41-104.

Saja, D., Rys, M., Stawoska, I. and Skoczowski, A. 2016. Metabolic response of cornflower (Centaurea cyanus L.) exposed to tribenuron-methyl: one of the active substances of sulfonylurea herbicides. Acta Physiol Plant. 38:168.

Samadi Kalkhoran, E., Alebrahim, M.T., Abad, H.R.M.C., Streibig, J.C., Ghavidel, A. and Tseng, T.M.P. 2021. The joint action of some broadleaf herbicides on potato (Solanum tuberosum L.) weeds and photosynthetic performance of potato. Agiculture. 11: 1103.

Schutz, H. and Fangmier, E. 2001. Growth and yield responses of spring wheat (Triticum aestivum L. cv. Minaret) to elevated CO2 and water limitation. Environ. Pollut. 114: 187-194.

Senaratna, T., Touchell, D., Bunn, E. and Dixon, K. 2000. Acetyl salicylic acid (Aspirin) and salicylic acid induce multiple stress tolerance in bean and tomato plants. Plant Growth Regul. 30: 157-161.

Shimizu, M., Goto, M., Hanai, M., Shimizu, T., Izawa, N., Kanamoto, H., Tomizawa, K.I., Yokota, A. and Kobayashi, H. 2008. Selectable tolerance to herbicides by mutated acetolactate synthase genes integrated into the chloroplast genome of tobacco. Plant Physiol. 147: 1976–83.

Sikder, S., Foulkes, J. and West, H. 2015. Evaluation of photosynthetic potential of wheat genotypes under drought condition. Photosynthetica. 53: 47-54.

Soltani, A. 2004. Chlorophyll fluorescence and its application. Internal Press. University of Agicultural Science and Natural Resource, Gorgan, Iran. 19Pp.

Sun, C., Chen, S., Jin, Y., Song, H., Ruan, S., Fu, Z., Asad, M.A. and Qian, H. 2016. Effects of the herbicide imazethapyr on photosynthesis in PGR5- and NDH-deficient Arabidopsis thaliana at the biochemical, transcriptomic, and proteomic levels. J Agric. Food Chem. 64: 4497–504.

Theodoulou, F.L., Clark, I.M., He, X.L., Pallett, K.E., Cole, D.J. and Hallahan, D.L. 2003. Co-induction of glutathione-S-transferases and multidrug resistance associated protein by xenobiotics in wheat. Pest Manage. Sci. 59: 202-214.

Vafabakhsh, J., Nassiri Mahallati, M., and Koocheki, A. 2008. Effects of drought stress on radiation use efficiency and yield of winter Canola (Brassica napus L.). Iranian J. Field Crops Res. 6(1): 193-204.

Van Rensen, J.J.S. and Vredenberg, W.J. 2009. Higher concentration of QB nonreducing photosystem II centers in triazine-resistant Chenopodium album plants as revealed by analysis of chlorophyll fluorescence kinetics. J. Plant Physiol. 166: 1616-1623.

Varhney, S., Khan, M.I.R., Masood, A., Per, T.S., Rasheed, F. and Khan, N.A. 2015. Contribution of plant growth regulators in mitigation of herbicidal stress. J. Plant Biochem. Physiol. 3: 2-12.

Yaghoubian, Y., Siadat, S., Telavat, M.M. and Pirdashti, H. 2016. Quantify the response of purslane plant growth, photosynthesis pigments and photosystem II photochemistry to cadmium concentration gradients in the soil, Russian J. Plant Physiol. 63: 77-84.

Zangoueinejad, R., Alebrahim, M.T. and Tseng, T.M. 2019. Evaluation of auxin tolerance in selected tomato germplasm under greenhouse and field conditions. Weed Technol. 33: 815–822.

Zlatev, Z.S. and Yordanov, I.T. 2004. Effects of soil drought on photosynthesis and chlorophyll fluorescence in bean plants. Bulg. J. Plant Physiol. 30: 3-18.

[1] Atlantis 1.2% OD

[2] Salicylic acid (SA)

[3] Chlorophyll fluorometer; Optic Science-OS-30p USA

[4] SPAD-502

[5] Least Significant Difference